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大鼠基质金属蛋白酶13(MMP-13)ELISA KIT的应用

发布日期:2022/4/8 13:05:25

背景[1-3]

大鼠基质金属蛋白酶13(MMP-13)ELISA KIT用于检测血清、血浆、尿液、胸腹水、脑脊液、细胞培养上清、组织匀浆等样本中基质金属蛋白酶13(MMP-13)的含量。

实验原理:

基质金属蛋白酶13(MMP-13)ELISA试剂盒应用双抗体夹心法测定标本中基质金属蛋白酶13(MMP-13)水平。用纯化的基质金属蛋白酶13(MMP-13)抗体包被微孔板,制成固相抗体,往包被单抗的微孔中依次加入基质金属蛋白酶13(MMP-13),再与HRP标记的基质金属蛋白酶13(MMP-13)抗体结合,形成抗体-抗原-酶标抗体复合物,经过彻底洗涤后加底物TMB显色。TMB在HRP酶的催化下转化成蓝色,并在酸的作用下转化成最终的黄色。颜色的深浅和样品中的基质金属蛋白酶13(MMP-13)呈正相关。用酶标仪在450nm波长下测定吸光度(OD值),通过标准曲线计算样品中基质金属蛋白酶13(MMP-13)浓度。

大鼠基质金属蛋白酶13(MMP-13)ELISA KIT

检测步骤:

1.将试剂盒从冷藏环境中取出并将所需试剂从试剂盒取出,置室温(20-25℃)平衡30 min以上,注意每种液体试剂使用前均须摇匀。

2.按需要取出微孔条及板架,将不用的微孔板重新密封,保存于2-8℃,不要冷冻。

3.加标准品/样本50μL/孔,然后加入抗体工作液50μL/孔,再振荡混匀,用封板膜盖板,37℃反应30 min。

4.洗板4-5次,每次浸泡30秒,拍干。

5.加入酶标记物100μL/孔,用封板膜盖板,37℃反应20 min。

6.洗板4-5次,每次浸泡30 s,拍干。

7.显色:每孔加入底物缓冲液50μL,再加底物液50μL,轻轻振荡混匀,37℃环境避光显色10 min。

8.测定:每孔加入终止液50μL,轻轻振荡匀,设定酶标仪于450 nm处(在20 min内读完数据),测定吸光度值。

结果计算:

以标准物的浓度为横坐标,OD值为纵坐标,在坐标纸上绘出标准曲线,根据样品的OD值由标准曲线查出相应的浓度;再乘以稀释倍数;或用标准物的浓度与OD值计算出标准曲线的直线回归方程式,将样品的OD值代入方程式,计算出样品浓度,再乘以稀释倍数,即为样品的实际浓度。

应用[4][5]

用于乌梅透骨汤对MAPK通路调控大鼠软骨基质金属蛋白酶表达影响的研究

给予骨性关节炎模型大鼠灌胃不同浓度的乌梅透骨汤,探讨乌梅透骨汤对MAPK通路调控大鼠软骨基质金属蛋白酶表达影响,从分子生物学角度对该方剂治疗骨性关节炎的机理进行研究。

方法:本实验选择200只体重为180-200g的健康Wistar大鼠,在进行骨性关节炎造模后,对其给予高、中、低剂量的乌梅透骨汤进行灌胃,并测量给药前后大鼠的关节软骨组织含水率,观察膝关节形态,对引起关节炎症反应的丝裂原活化蛋白激酶(MAPK)信号通路相关炎症因子:肿瘤坏死因子--α(TNF-α)、白细胞介素-1(IL-1)、白细胞介素-6(IL-6)、白细胞介素-8(IL-8)、白细胞介素-10(IL-10)变化进行研究,探讨软骨组织中基质金属蛋白酶相关基因MMP-1、MMP-3、MMP-7、MMP-9、金属蛋白酶组织抑制因子-3(TIMP-3)的表达,以及对MAPK信号通路相关基因p38、细胞外信号调节激酶(extracellular signal regulated kinase,ERK)、c-Jun氨基末端激酶(c-Jun N-terminal kinase,JNK)的表达进行检测。

结果:模型组和低剂量组大鼠的软骨基质受到破坏较重,渗透压增加,软骨基质的含水率显著高于空白组、高剂量组和中剂量组(P<0.05)。模型组炎性细胞浸润明显,血管扩张,滑膜增生,软骨组织破坏,关节组织破坏严重,而各给药组膝关节组织则有被修复的趋势,且药物剂量越高,效果越明显。

模型组各促炎性因子TNF-α、IL-1、IL-6、IL-8和炎症抑制因子IL-10显著升高(P<0.05),在给大鼠灌胃药剂后,各炎性相关因子都会随给药剂量的增加而显著降低(P<0.05)。模型组大鼠软骨组织的基质金属蛋白酶相关基因MMP-1、MMP-3、MMP-7、MMP-9、TIMP-3和MAPK信号通路相关基因p38、ERK、JNK的表达量显著高于健康大鼠(P<0.05),在进行灌胃治疗后,相关基因的表达随药物剂量的增加而显著降低(P<0.05)。

结论:乌梅透骨汤对软骨组织基质有显著的保护和修复作用,通过调控MAPK的信号通路抑制骨关节炎中的炎性因子,从而抑制骨性关节炎出现的炎症反应,并且通过调控MAPK的方式下调基质金属蛋白酶的相对表达量,减少骨性关节炎对软骨组织造成的损伤。

参考文献

[1]miR-940 regulates the inflammatory response of chondrocytes by targeting MyD88 in osteoarthritis.[J].Cao Jian,Liu Zhongxing,Zhang Limin,Li Jinlong.Molecular and cellular biochemistry.2019(1-2)

[2]The effect of folic acid administration on cardiac tissue matrix metalloproteinase activity and hepatorenal biomarkers in diabetic rats 1.[J].Mutavdzin Slavica,Gopcevic Kristina,Stankovic Sanja,Jakovljevic Uzelac Jovana,Labudovic Borovic Milica,Djuric Dragan.Canadian journal of physiology and pharmacology.2019(9)

[3]Vernonia amygdalina inhibited osteoarthritis development by anti-inflammatory and anticollagenase pathways in cartilage explant and osteoarthritis-induced rat model.[J].Madzuki Iffah Nadhira,Lau Seng Fong,Abdullah Rasedee,Mohd Ishak Nur Iliyani,Mohamed Suhaila.Phytotherapy research:PTR.2019(7)

[4]Ultrasound-guided intra-articular injection of hyaluronic acid and ketorolac for osteoarthritis of the carpometacarpal joint of the thumb:A retrospective comparative study.[J].Koh Sung Hoon,Lee Sang Chul,Lee Woo Yong,Kim Jongwoo,Park Yongbum.Medicine.2019(19)

[5]岳馥鸿.乌梅透骨汤对MAPK通路调控大鼠软骨基质金属蛋白酶表达影响的研究[D].哈尔滨医科大学,2020.

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