猪骨骼肌卫星细胞

方法简介  实验室分离的猪骨骼肌卫星细胞采用胶原酶-中性蛋白酶联合消化结合差速贴壁法，并通过专用培养基培养筛选制备而来。

质量检测  实验室分离的猪骨骼肌卫星细胞经特异性标志物免疫荧光鉴定，纯度可达85%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。

包被条件： 鼠尾胶原Ⅰ（2-5 μg/cm²）

培养基： 猪骨骼肌卫星细胞完全培养基(含FBS、生长添加剂、Penicillin、Streptomycin等)

换液频率： 每2-3天换液一次

生长特性： 贴壁

细胞形态： 成纤维细胞样

传代比例： 1:3

传代特性： 可传5-8代

消化液： 0.25%胰蛋白酶

猪骨骼肌卫星细胞体外培养周期有限；建议使用配套的专用生长培养基及正确的操作方法来培养，以此保证该细胞的最佳培养状态。

前置准备

实验动物：4-6月龄长白猪，体重12-18kg，单只取材获1.5-3.5×10⁶个细胞，活率>90%

试剂：弹性蛋白酶、胰蛋白酶-EDTA、DNase I、无血清培养基、MCDB-131培养基

分离纯化步骤

取材组织经PBS清洗去除血液和杂质，剪碎至1mm³大小，加入弹性蛋白酶、胰蛋白酶-EDTA、DNase I、无血清培养基于37℃振荡消化120-180分钟

消化产物经70目滤网过滤，PBS洗涤1次，500g离心12分钟收集细胞沉淀

采用差速贴壁法去除杂细胞：细胞悬液接种于培养皿2-4小时，收集未贴壁细胞用于后续培养

原代培养要点

细胞重悬于完全培养基中，按2×10⁴密度接种，置于37℃、5% CO₂恒温培养箱

细胞贴壁生长良好，增殖活性稳定，换液周期为2-3天，培养过程中注意观察细胞形态变化

常见问题优化

目标细胞占比低：优化消化条件提高目标细胞得率，改进分离策略减少非目标细胞污染

细胞形态异常：检查培养基pH值和渗透压，避免过度传代导致细胞老化

培养过程中出现污染：严格无菌操作，培养基中添加适量抗生素，定期检测支原体

一、实验前准备

1. 手术器械（剪刀、镊子、止血钳）及培养耗材经121℃高压灭菌20min；超净台紫外照射30min。

2. 配制冰预冷Hanks液、胶原酶Ⅰ+Dispase II混合消化液、DMEM/F12 + 10% FBS + 1% 双抗、胎牛血清、双抗，全部冰浴预冷。

3. 健康巴马小型猪（15-20kg），氯胺酮联合阿托品肌注麻醉处理。

二、取材与预处理

1. 过量麻醉剂心脏采血后处死，体表酒精消毒，暴露目标组织器官。

2. 无菌条件下摘取肌肉组织，冰预冷Hanks液漂洗去除血液及杂质，去除周围结缔组织和脂肪。

3. 眼科剪将组织剪碎至1mm³小块，转入离心管。

三、细胞分离与消化

1. 剪碎组织加入胶原酶Ⅰ消化液，38.5℃水浴消化27min，期间每隔5-10min振荡吹打。

2. 用含血清培养基终止反应，经200目筛网过滤获取单细胞悬液。

3. 4℃、200g离心10min，弃上清，PBS洗涤两次，重悬细胞沉淀。

四、纯化与接种培养

1. 细胞悬液经40μm滤膜过滤，采用适当纯化方法去除杂质细胞，去除大颗粒杂质。

2. 用DMEM/F12 + 10% FBS + 1% 双抗重悬细胞沉淀，调整接种密度后接种至明胶预包被的培养器皿。

3. 38.5℃、5% CO2培养，每2-3天换液一次，定期倒置显微镜观察长梭形，贴壁生长，可观察到肌管形成及生长情况。