小鼠肠成纤维细胞

小鼠肠成纤维细胞

以C57BL/6小鼠为实验来源，经胶原酶消化法处理肠道组织后，通过MACS分选纯化获得成纤维细胞，采用专用培养液培养；通过Transwell模型检测PDGFR-α阳性率，蛋白质组学(质谱)定量Collagen I表达量，结合流式细胞术(FCM)综合评价细胞表型。

产品名称：小鼠肠成纤维细胞

英文名称： Mouse Intestinal Fibroblasts

组织来源： 肠组织

默认种属 ：小鼠

产品规格：5×10^5Cells/T25

方法简介  实验室分离的小鼠肠成纤维细胞采用胶原酶-中性蛋白酶联合消化结合差速贴壁法，并通过专用培养基培养筛选制备而来。

质量检测  实验室分离的小鼠肠成纤维细胞经特异性标志物免疫荧光鉴定，纯度可达85%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。

包被条件： 鼠尾胶原Ⅰ（2-5 μg/cm²）

培养基： 小鼠肠成纤维细胞完全培养基(含FBS、生长添加剂、Penicillin、Streptomycin等)

换液频率： 每2-3天换液一次

生长特性： 贴壁

细胞形态： 成纤维细胞样

传代比例： 1:3

传代特性： 可传5-8代

消化液： 0.25%胰蛋白酶

小鼠肠成纤维细胞体外培养周期有限；建议使用配套的专用生长培养基及正确的操作方法来培养，以此保证该细胞的最佳培养状态。

一、实验前准备

1. 手术剪、镊子、培养耗材高压灭菌；超净台紫外通风30min。

2. 配制灌洗液 冰预冷PBS液、消化液（EDTA+胰蛋白酶）+Ⅳ型胶原酶、DMEM/F12 + 10% FBS + 1% 双抗、双抗。

3. SPF级C57BL/6小鼠（18-22g），戊巴比妥钠腹腔注射麻醉，冰浴预冷所有缓冲液。

二、取材与预处理

1. CO2吸入法处死，75%酒精浸泡消毒体表，无菌操作下暴露并摘取肠。

2. 置于冰预冷PBS液中反复漂洗，去除血污及附属组织，仔细剔除结缔组织。

3. 将纯化后的肠组织用眼科剪尽量剪碎，尽量减小组织块大小以利消化。

三、细胞分离与消化

1. 组织碎块与EDTA+胰蛋白酶+Ⅳ型胶原酶混合酶液按1:3比例混合，37℃振荡消化35min。

2. 加入含20% FBS的培养基中和酶活性，反复吹打使组织充分分散。

3. 细胞悬液经40μm滤网过滤，1次200g×10min离心洗涤，收集细胞。

四、纯化与接种培养

1. 细胞悬液经40μm滤网过滤，采用差速贴壁法去除杂质细胞，去除未消化组织块。

2. 用DMEM/F12 + 10% FBS + 1% 双抗调整细胞浓度至100000.0cells/mL，接种于预涂胶原的培养皿中。

3. 置于37℃、5% CO2培养箱中培养，每2-3天换液一次，倒置显微镜下观察细胞贴壁及长梭形或纺锤形，贴壁生长，细胞核大而圆，核仁明显。

动物取材须在无菌条件下进行，肠道组织获取后迅速转入含抗生素的Hanks液中转运，组织离体时间超过1小时将严重影响肠成纤维的分离效率和活力。

培养器皿必须提前用0.1mg/ml胶原酶I包被过夜，未包被的培养板肠成纤维贴壁效率极低，影响后续实验结果。

该细胞为贴壁生长型，体外可传代10-15次，建议每2天换液一次，传代比例控制在1:2以内以维持细胞正常形态和功能。

培养基中应加入DMEM/F12含10% FBS和1%青霉素-链霉素，使用前需预热至37°C并预平衡CO2浓度至5%，血清批次更换前需进行预实验验证促生长效果。

换液操作需在生物安全柜中进行，使用预温的培养基缓慢加入培养孔/皿中，避免产生气泡和液流冲击导致细胞脱落或损伤。