大鼠气管成纤维细胞

大鼠气管成纤维细胞

取材自SD大鼠的气管组织，经组织块贴壁法获取原代成纤维细胞，接种于胶原预包被培养皿中，采用含INS/FGF的基础培养基培养；通过流式细胞术(FCM)鉴定PDGFR-α表达特征，间接免疫荧光检测Collagen I表达水平，并采用ROS检测评估细胞功能状态。

产品名称：大鼠气管成纤维细胞

英文名称： Rat Tracheal Fibroblasts

组织来源： 气管组织

默认种属 ：大鼠

产品规格：5×10^5Cells/T25

方法简介  实验室分离的大鼠气管成纤维细胞采用胶原酶-中性蛋白酶联合消化结合差速贴壁法，并通过专用培养基培养筛选制备而来。

质量检测  实验室分离的大鼠气管成纤维细胞经特异性标志物免疫荧光鉴定，纯度可达85%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。

包被条件： 鼠尾胶原Ⅰ（2-5 μg/cm²）

培养基： 大鼠气管成纤维细胞完全培养基(含FBS、生长添加剂、Penicillin、Streptomycin等)

换液频率： 每2-3天换液一次

生长特性： 贴壁

细胞形态： 成纤维细胞样

传代比例： 1:3

传代特性： 可传5-8代

消化液： 0.25%胰蛋白酶

大鼠气管成纤维细胞体外培养周期有限；建议使用配套的专用生长培养基及正确的操作方法来培养，以此保证该细胞的最佳培养状态。

一、实验前准备

1. 手术器械（剪刀、镊子、止血钳）及培养耗材经121℃高压灭菌20min；超净台紫外照射30min。

2. 配制冰预冷D-Hanks液、胶原酶Ⅳ+透明质酸酶混合消化液、K-SFM培养基 + EGF + BSA、胎牛血清、双抗，全部冰浴预冷。

3. SPF级SD大鼠（200-250g），10%水合氯醛腹腔注射麻醉处理。

二、取材与预处理

1. 颈椎脱臼处死，体表酒精消毒，暴露目标组织器官。

2. 无菌条件下摘取成纤维细胞组织，冰预冷D-Hanks液漂洗去除血液及杂质，去除周围结缔组织和脂肪。

3. 眼科剪将组织剪碎至1mm³小块，转入离心管。

三、细胞分离与消化

1. 剪碎组织加入胶原酶Ⅳ消化液，37℃水浴消化33min，期间每隔5-10min振荡吹打。

2. 用含血清培养基终止反应，经200目筛网过滤获取单细胞悬液。

3. 4℃、200g离心10min，弃上清，PBS洗涤两次，重悬细胞沉淀。

四、纯化与接种培养

1. 细胞悬液经40μm滤膜过滤，采用适当纯化方法去除杂质细胞，去除大颗粒杂质。

2. 用K-SFM培养基 + EGF + BSA重悬细胞沉淀，调整接种密度后接种至明胶预包被的培养器皿。

3. 37℃、5% CO2培养，每2天换液一次，定期倒置显微镜观察多角形或铺路石样排列，贴壁生长，细胞间紧密连接及生长情况。

SD大鼠或Wistar大鼠经10%水合氯醛(300mg/kg)腹腔注射后，无菌操作下取出气管组织，迅速去除周围脂肪组织和结缔组织，用预冷HBSS洗涤3次备用。

实验前培养器皿需用0.5%明胶溶液包被1小时，PBS冲洗后晾干使用，该步骤对气管成纤维的贴壁和增殖至关重要。

该细胞贴壁生长，每2-3天换液一次，传代比例为1:2至1:3，过度传代(>P5)会导致细胞衰老和功能性下降。

培养基配方中DMEM/F12含10% FBS和1%青霉素-链霉素为必需组分，添加顺序和方式需严格按照SOP操作，错误的添加顺序可能导致生长因子失活或沉淀形成。

换液前先用倒置显微镜观察细胞贴壁情况和形态特征，确认无污染后缓慢吸除旧培养基，沿壁缓慢加入预热的新鲜培养基，避免直接冲洗细胞层。