小鼠肠道干细胞

小鼠肠道干细胞

采用组织块贴壁法从C57BL/6小鼠的肠道干细胞来源组织（骨髓/脐带/脂肪等）中分离间充质成分，经密度梯度离心纯化单核细胞后，接种于未包被培养皿中，使用 α-MEM 培养基（含 10% FBS、100 U/mL 青霉素和 100 μg/mL 链霉素）培养；通过流式细胞术检测干细胞标志物 CD90、CD44、CD105、STRO-1 表达，结合三系分化能力验证（成骨诱导 ALP 阳性/阿利新蓝染色、成脂诱导 Oil Red O 染色、成软骨诱导 Alcian Blue 染色）确认干细胞多能性。

产品名称：小鼠肠道干细胞

英文名称： Mouse Intestinal Stem Cells

组织来源： 肠组织

默认种属 ：昆明小鼠

产品规格：5×10^5Cells/T25

方法简介  实验室分离的小鼠肠道干细胞采用胰蛋白酶-胶原酶联合消化后，用肠道干细胞专用培养基培养筛选制备而来。

质量检测  实验室分离的小鼠肠道干细胞经MSI-1免疫荧光鉴定，纯度可达90%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。

培养基：  小鼠肠道干细胞完全培养基(含FBS、生长添加剂、Penicillin、Streptomycin等)

换液频率： 每2-3天换液一次

生长特性： 悬浮

细胞形态： 球形

传代比例： 1:2

传代特性： 可传2-3代左右

消化液： 0.25%胰蛋白酶

小鼠肠道干细胞体外培养周期有限；建议使用配套的专用生长培养基及正确的操作方法来培养，以此保证该细胞的最佳培养状态。

步骤一：干细胞专用无菌准备 提前40分钟紫外消毒生物安全柜及所有实验耗材，肠道干细胞干性维持要求极高，需延长消毒时间，保证环境零污染。提前预热肠道干细胞专用无血清增殖培养基、无菌PBS、专用温和消化液，所有试剂需添加特异性干细胞生长因子。操作人员全程无菌高标准操作，杜绝任何污染与环境扰动。

步骤二：超温和解冻复苏 取出冻存的小鼠肠道干细胞，37℃水浴极轻柔解冻，严格控制解冻时间≤1分钟，仅留微量冰晶立即取出，避免损伤干细胞干性。消毒冻存管外壁，无菌缓慢转移细胞悬液至预热完全培养基中，轻柔混匀，稀释冻存保护剂，最大程度保留干细胞活性与干性。

步骤三：超低速离心纯化 设置离心机室温200g、7分钟超低速离心，避免干细胞挤压损伤、干性丢失。离心后缓慢吸弃上清废液，保留完整细胞沉淀，加入预热无菌PBS缓冲液温和重悬，再次离心清洗，彻底去除残留杂质，保证干细胞纯度。

步骤四：低密度干性接种 吸净PBS废液，加入干细胞专用增殖培养基，轻柔吹打制备单细胞悬液，计数后调整细胞密度至8×10⁴个/mL，低密度接种可有效维持干细胞干性，避免高密度诱导分化。接种后缓慢晃动培养瓶，使细胞均匀分散。

步骤五：恒温密闭干性培养 将培养瓶置于37℃、5%CO₂、低氧饱和湿度培养箱静置培养36小时，肠道干细胞需低氧环境维持干性，全程稳定培养参数，严禁开盖、挪动培养瓶，为干细胞贴壁、自我更新提供稳定微环境。

步骤六：精准低频换液 培养36小时后进行首次半量换液，仅更换1/2新鲜培养基，保留原有生长微环境，避免环境骤变导致干细胞分化。后续每72小时半量换液一次，精准补充生长因子，维持培养基营养平衡，稳定干细胞干性。

步骤七：低比例传代保干性 细胞融合度达75%时进行传代，PBS超轻柔清洗细胞，加入专用温和消化液消化4分钟，细胞轻微回缩后立即终止消化。温和收集细胞，低速离心重悬，按1:2超低比例传代，严控传代周期与密度，持续维持干细胞自我更新能力，杜绝分化、老化。

1.血管组织取材后需立即置于冰预冷的M199培养基中运输，尽快去除外膜结缔组织和脂肪组织。

2.培养板需提前用胶原I型(50ug/ml)包被过夜，未包被表面内皮细胞贴壁效率极低且形态不规则。

3.内皮细胞增殖较快，培养5-7天即可达到融合，传代时注意控制胰酶消化时间不宜过长。

4.培养基中需添加EGM-2内皮细胞生长添加剂套装，包含VEGF、FGF-b、EGF和hydrocortisone等关键生长因子。

5.换液前预先检查培养基pH和颜色，若培养基过早变黄提示需缩短换液间隔至24小时。