大鼠胎盘间充质干细胞

方法简介  实验室分离的大鼠胎盘间充质干细胞采用胰蛋白酶-胶原酶联合消化法制备而来。

质量检测  实验室分离的大鼠胎盘间充质干细胞经CD90免疫荧光鉴定，纯度可达90%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。

培养基： 大鼠胎盘间充质干细胞完全培养基(含FBS、生长添加剂、Penicillin、Streptomycin等)

换液频率： 每2-3天换液一次

生长特性： 贴壁

细胞形态： 成纤维细胞样

传代比例： 1:2

传代特性： 可传5代左右；3代以内状态最佳

消化液： 0.25%胰蛋白酶

大鼠胎盘间充质干细胞体外培养周期有限；建议使用配套的专用生长培养基及正确的操作方法来培养，以此保证该细胞的最佳培养状态。

前置准备

实验动物：SD大鼠，取材需严格无菌操作

试剂：0.25%胰蛋白酶、II型胶原酶、DNase I、DMEM/F12培养基、胎牛血清(FBS)、PBS缓冲液、MSC专用培养基/干细胞专用培养基、FBS、beta-巯基乙醇、L-谷氨酰胺

分离纯化步骤

从实验动物目标组织(骨髓/脂肪/脐带/牙髓等)中分离间充质成分

组织剪碎后经胶原酶消化(37度、2小时)，过滤获取单细胞悬液

采用密度梯度离心(Ficoll)纯化单个核细胞层

将细胞接种于培养皿中，间充质干细胞24-48小时贴壁，非贴壁细胞换液去除

贴壁细胞扩大培养至60-70%融合后，流式分选CD90+/CD105+/CD34-/CD45-细胞

原代培养要点

干细胞培养需使用专用培养基(含20%FBS的MSC培养基或DMEM/F12+20%FBS)

接种密度建议5x10^3-1x10^4 cells/cm2，37度、5% CO2培养

每2-3天换液一次，间充质干细胞呈梭形贴壁生长，融合达80%时传代

干细胞具有三系分化潜能，可在诱导培养基中向成骨/成脂/成软骨方向分化

常见问题优化

干细胞增殖缓慢：添加FGF-2(10ng/mL)和EGF(10ng/mL)可促进增殖

干细胞分化潜能下降：控制传代次数在3-5代以内，避免过度扩增

细胞纯度不高：采用流式分选CD90+/CD105+双阳性标记可提高纯度

前期准备：无包被培养板预处理，预热MSC专用无血清培养基、预冷无菌PBS、Ⅰ型胶原酶，无菌低温操作。

无菌取材：无菌摘取孕鼠胎盘组织，剔除胎膜、血管及血块，选取胎盘实质间充质丰富区域，预冷PBS充分漂洗。

组织处理：无菌剪碎胎盘组织至细小匀浆，反复漂洗去除血细胞与杂质，保留间充质组织。

酶解消化：Ⅰ型胶原酶37℃消化20min，间断轻柔吹打，充分解离间充质干细胞。

终止过滤：MSC培养基终止消化，过滤去除组织大块残渣，收集单细胞悬液。

离心重悬：1000rpm低速离心6min，弃上清，无血清专用培养基轻柔重悬细胞。

接种培养：低密度接种，静置培养48h换液，去除悬浮杂细胞，每3d换液一次，维持干细胞干性。