大鼠海马神经元细胞

大鼠海马神经元细胞

基于酶消化-差速培养策略从Sprague-Dawley大鼠海马神经元细胞背根神经节或脑区分离原代神经元，经 0.1% 胶原酶 XI 消化 37°C 处理 45min 后，通过 10% FBS 梯度离心去除胶质细胞，接种于多聚鸟氨酸（PO）/ laminin 包被培养表面，使用 Neurobasal+B27 培养基维持培养；通过免疫荧光检测 MAP2、NF-200（神经丝蛋白）、CGRP（感觉神经元标志）表达，结合 TTL（tubulin tyrosine cyclase）染色确认神经元轴突延伸方向与极性。

产品名称：大鼠海马神经元细胞

英文名称： Rat Hippocampal Neurons

组织来源： 脑海马体

默认种属 ：SD大鼠

产品规格：5×10^5Cells/T25

方法简介  实验室分离的大鼠海马神经元细胞采用胰蛋白酶消化法、神经元专用培养基培养筛选结合化学试剂抑制法制备而来。

质量检测  实验室分离的大鼠海马神经元细胞经β-Tubulin-Ⅲ免疫荧光鉴定，纯度可达90%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。

包被条件： PLL（0.1 mg/mL）

培养基： 大鼠海马神经元细胞完全培养基(含B-27 Supplement、Penicillin、Streptomycin等)

换液频率： 每2-3天换液一次

生长特性： 贴壁

细胞形态： 神经元细胞样

传代比例： 不传代

传代特性： 属于终末分化细胞；属于不增殖细胞群

消化液： 0.125%胰蛋白酶

大鼠海马神经元细胞体外培养周期有限；建议使用配套的专用生长培养基及正确的操作方法来培养，以此保证该细胞的最佳培养状态。

一、实验前准备

1. 器械：显微解剖镊、脑解剖板、冰台；试剂：0.125% 胰酶、Neurobasal+B27 神经元培养基、D-Hanks 液

2. 孕鼠胚胎 18~19 天胎鼠或新生 1d 乳鼠

二、取材与预处理

1. 乳鼠断头取脑，置于预冷 D-Hanks 液中，显微镜下剥离双侧海马组织

2. 去除脑膜、血管，D-Hanks 漂洗 3 次

三、细胞分离与消化

1. 海马剪碎，加入胰酶 37℃消化 15min

2. 加含血清培养基终止消化，轻柔吹打 15~20 次制成单细胞悬液

3. 200 目滤网过滤除去组织团块

四、纯化与接种培养

1. 滤液离心 5min，弃上清，神经元专用培养基重悬

2. 接种多聚赖氨酸包被培养板，4h 后全量换液去除漂浮死细胞

3. 第 3 天加入阿糖胞苷抑制杂细胞增殖，之后每 3 天半量换液

1.操作过程需保持低温环境，室温下长时间暴露会导致细胞活力显著下降。

2.使用0.1%明胶包被培养皿可改善平滑肌细胞贴壁效率，尤其在原代培养初期效果显著。

3.平滑肌细胞增殖速度中等，约3-4天换液一次，融合后呈峰谷状排列(蜂窝样)为典型特征。

4.培养基中需添加20ng/ml碱性成纤维细胞生长因子(bFGF)以维持细胞增殖活性。

5.培养期间每48小时换液，若发现细胞由梭形变为多角形可能提示表型转换，需调整实验时间窗。